Интернет-журнал "Домашняя лаборатория", 2008 №1

Практическая биотехнология[78] для начинающих

Кузьмина Н.А.

Меня часто спрашивали — и учителя, и школьники — нельзя ли завести какие-либо простенькие культуры, иллюстрирующие биотехнологические процессы для использования на уроках? Можно, и в этом нет ничего суперсложного. Знаменитому физику Резерфорду, который и сам ставил блестящие эксперименты, имея порой в распоряжении простое оборудование, приписывают высказывание о том, что настоящий ученый сможет провести эксперимент при помощи палки и веревки.

Ну, например, для стерилизации сред нужен автоклав. Чем его можно заменить? Очень просто — скороварка. А если вы найдете скороварку с 2 режимами работы — на 1 и 1,5 атмосферы — будет вообще замечательно. Ах, скажете вы — а где мы возьмем агар-агар[79]? Можно заменить его крахмалом или желатином. Конечно, придется немного поэкспериментировать с концентрацией и режимами стерилизации, но в конце концов, уверена, вы подберете себе что-нибудь подходящее. Да, состав пищевого желатина и пищевого крахмала далек от химически чистого, но для простых экспериментов сойдут и эти пищевые продукты. Желатин не переносит стерилизацию под давлением? Попробуйте прием "дробной стерилизации" — 3 раза с интервалом в день по полчаса обрабатывайте пробирки со средой паром в скороварке. Обычно для убивания вегетативных форм микроорганизмов этого достаточно.

Если у вас нет ни агара, ни желатина, ни крахмала — культивируйте на плотиках из фильтровальной бумаги. Когда мы проводили работы по селекции каллусов на среде с ПЭГ (очень сильный осмотик, имитирующий засуху в этих экспериментах), то столкнулись с проблемой — агар в присутствии высоких концентраций полиэтиленгликоля не застывал после автоклавирования. Выход был найден — на дно пробирок или баночек клали комочек ваты (рыхлый), сверху — вырезанный по диаметру сосуда кусочек фильтровальной бумаги, заливали жидкой питательной средой так, чтобы ее уровень не превышал 1 мм над поверхностью бумаги. Высота столбика среды в пробирке диаметром 2 см — примерно 1–1,5 см, в баночке из под детского питания — 0,5 см.

В качестве мерной посуды можно использовать то, что продается в хозяйственных магазинах для домовитых хозяек — мерные стаканы. Для более мелких доз — в аптеке вы найдете шприцы в ассортименте, которые прекрасно заменят вам мерные пробирки и пипетки. Ультрафиолетовые лампы сейчас можно купить в хозяйственном магазине. Там же вы найдете хлорный отбеливатель для стерилизации экспланта. Сухожаровой шкаф с успехом заменит обычная духовка газовой или электрической плиты.

Правила стерильной работы в лаборатории

Выращивание изолированных клеток, тканей, органов, растений-регенерантов, водных культур и грибов, используемых в биотехнологии, проводят в условиях полной асептики, т. е. стерильно. Особое внимание следует обратить на чистоту посуды, предназначенной для приготовления питательных сред и их компонентов; на подготовку объектов к пересадке, пассированию и культивированию. Только некоторые объекты (хлорелла, азолла) можно выращивать в нестерильных условиях.

Приемы и методы стерилизации

Стерилизация — полное уничтожение микроорганизмов и их покоящихся форм (например, спор). Существуют разные методы стерилизации: с помощью влажного пара, сухого пара, облучения ультрафиолетовыми лучами, обработки химическими веществами и микрофильтрации.

Обработка влажным паром производится в автоклавах. Вегетативные клетки бактерий и грибов гибнут через 5-10 минут уже при температуре около 60 °C; для гибели спор дрожжей и грибов требуется температура 120 °C в течение 15 минут. Продолжительность автоклавирования зависит от величины (теплоемкости) пробирок, колб и объема питательной среды в них. Иногда автоклавируют несколько раз — дробная стерилизация. Этот прием используют для стерилизации, как питательных сред, так и посуды.

Стерилизация посуды.

Большинство культур в лабораторных условиях выращивают в пробирках, колбах Эрленмейера различного объема и чашках Петри одно- или многоразового использования. Вначале посуду тщательно моют с использованием детергентов, а также раствора двухромовокислого калия в серной кислоте (хромпика[80]). Вымытую посуду ополаскивают водопроводной, затем дистиллированной водой и высушивают в сушильном шкафу. Чтобы избежать заражения стерильных предметов из воздуха, перед стерилизацией их закрывают ватными пробками, заворачивают в оберточную бумагу или закрывают фольгой (у стаканов, колб достаточно завернуть только горлышко). Затем посуду можно стерилизовать двумя способами:

1. Посуду выдерживают в автоклаве под давлением в течение 20–40 минут при температуре 100–130 °C. Продолжительность автоклавирования зависит от его режима: при давлении 0.5 атмосферы — 20–40 минут, при 1 атм. — 15 минут.

2. При сухом способе стерилизации чашки Петри, колбы, стаканы, завернутые в плотную бумагу, стерилизуют в сушильном шкафу при температуре 140 °C в течение 2 часов, при температуре 180 °C — 30 минут. При более высоких температурах ватные пробки буреют, а бумага становится ломкой.

Стерилизация инструментов.

Инструменты (скальпели, пинцеты, иглы и т. д.) стерилизуют в сушильном шкафу способом № 2. Шприцы, ножницы, пробочные сверла удобнее кипятить. Металлические предметы нельзя автоклавировать: под воздействием пара они ржавеют и тупятся. Непосредственно перед работой и в процессе её инструменты помещают в стакан со спиртом и обжигают в пламени спиртовки. Стерильный инструмент используют только для одноразовой манипуляции! Перед повторным употреблением его снова окунают в спирт и обжигают.

Стерилизация материалов.

Вату, марлю, ватные пробки, фильтровальную бумагу, халаты, косынки стерилизуют в автоклаве под давлением 2 атм. в течение 25–30 мин.

Стерилизация питательных сред.

Автоклавирование питательных сред для выращивания культур тканей проводят после их разлива в пробирки или колбы под давлением 0.7–0.8 атм. при температуре 115–120 °C в течение 15–30 минут, в зависимости от объема среды. Если в результате стерилизации среда помутнела, следовательно, неправильно выбран режим стерилизации[81].

Холодная стерилизация.

Органические жидкости, не выносящие нагревания, освобождаются от бактерий при пропускании через стерильные мелкопористые бактериальные фильтры с диаметром пор 0.45 мкм.

Как изготовить микробиологическую пробку

Для предотвращения заражения культур из воздуха и их преждевременного высыхания пробирки и колбы закрывают пробками. Пробки для посуды условно можно разделить на ватные (традиционные микробиологические) и крышечки из фольги.

С ватными пробками проще работать начинающим — меньше риска получить ожог. Пробки должны плотно входить в пробирку (колбу) на 2–3 см, или на 2/3 своей длины; при открывании хорошо закрытой посуды раздается характерный хлопок.

Недостатки микробиологических пробок — довольно трудоемки в изготовлении, часто прожигаются, не очень удобны при долговременном культивировании. Если для микробиологических культур сроки культивирования редко превышают 2 недели, то для растительных клеток продолжительность субкультивирования — как минимум 3 недели. За это время среда начинает подсыхать. Поэтому в таких случаях важно закрывать ватную пробку сверху герметично парафильмом или пищевой пленкой.

Крышечка из фольги проще в работе — легко изготавливается (вырезается кружочек или квадратик по диаметру горлышка пробирки или колбы + один — полтора сантиметра для отгибания вниз).

Фольгу нужно брать плотную. Если нет плотной — тонкая фольга складывается в 3–4 раза. При обжигании краешков такой пробки нужно быть аккуратным, чтобы не получить ожог, так как фольга металлическая и хорошо проводит тепло. После одевания пробки самый краешек, загнутый вниз на пробирку или колбу, оборачивается узенькой полоской парафильма или пищевой пленки в 2–3 оборота, таким образом краешки плотно прилегают к посуде, и крышка держится надежнее, герметичнее закрывает, снижается риск контаминации (занесения посторонней микрофлоры)

Изготовление микробиологической пробки

Сложить вдвое кусок марли, накрыть им верхнюю часть пробирки. На середину куска, закрывающего отверстие пробирки, положить вату, протолкнуть в пробирку на глубину примерно 3–4 см. Вату очень плотно утрамбовать, затем концы марли скрутить в центре, обвязать ниткой, лишнее обрезать. Обрезки марли можно использовать вместе с ватой при изготовлении пробок. Проверить качество пробок: хлопок в момент открывания пробирки, очень твердая ("каменная") на ощупь.

Для колб пробки готовят следующим образом: прямоугольный слой ваты скатать в виде очень плотного, до твердости валика нужных размеров, учитывая диаметр и длину горла колбы, обернуть его двойным марлевым слоем.

Не использовать пробки, изготовленные только из ваты — они легко воспламеняются при обжигании!

Работа в ламинарном боксе

Все операции, связанные с разливом питательных сред, пересадкой каллусов, тканей, микроорганизмов, ведут в специальных комнатах или ламинарных боксах, где обеспечиваются стерильные условия работы. Ламинарный бокс (ламинар) приспособление для работы в стерильных условиях. Асептические условия в ламинаре создаются с помощью тока воздуха. Ламинарное движение воздуха — движение, при котором струйки воздуха двигаются параллельно, обтекая препятствие равномерными слоями. Ток воздуха, проходя через ламинар, движется к исследователю[82], что позволяет освобождать внутреннее пространство ламинара от спор микроорганизмов.

Подготовка бокса к работе

В специальных комнатах (микробиологических боксах) проводят влажную уборку с дезинфицирующими агентами. Для надежности стерилизации перед началом работы помещение лаборатории и внутреннее пространство ламинара облучают УФ-лучами. Облучение ультрафиолетовыми лучами (260 нанометров) — наиболее часто используется в лабораториях для стерилизации помещений, настольных боксов. При длительном воздействии эти лучи вызывают гибель всех бактерий. Бактерии погибают очень быстро, а споры грибов значительно медленнее. Поэтому в боксах устанавливают бактерицидные лампы БУФ-15 или БУФ-30, которые включаются на 30 минут за 1 час до работы. Кроме того, рекомендуется проводить профилактическое облучение боксов в течение 2 часов.

Непосредственно перед работой необходимо протереть настольный бокс или внутренние поверхности ламинара этиловым спиртом[83], разложить в нем необходимые инструменты и материалы: спирт в закрытой посуде, спиртовку (горелку), спички, простерилизованный инструмент и посуду.

Рабочее место при отсутствии ламинара

Наличие ламинара — это отлично, просто замечательно. Но что делать, если его нет? Или появится в обозримо-необозримом будущем, а культуры клеток заводить нужно уже сейчас?

Шаг первый — постарайтесь найти малопосещаемое людскими массами помещение — чем меньше посетителей — тем меньше источников загрязнения.

Шаг второй — всегда перед работой проводите влажную уборку всей комнаты и стерилизуйте ее кварцевой (ультрафиолетовой) лампой.

А теперь, собственно — о рабочем месте. В нашем случае оно выглядело примерно так: стол, покрытый ламинатом. Лучше — железный, но сойдет и покрашенный масляной краской. В идеале — поверхность стола должна быть негорючей. Именно поэтому железный стол — лучше всего. Ламинат тоже загорается не сразу, хуже всего в этом отношении масляная краска, а еще пуще всякие дерматины и сукно. Они противопоказаны категорически.

Прямо перед вами на столе должны лежать следующие предметы: кафельная плитка или кусок стекла размером 15x15 см или чуть больше. Кафельная плитка — лучше, она выдерживает нагрев, а стекло может лопнуть. Спиртовка, стаканчик с 96 % спиртом (или 200–300 граммовая высокая баночка из-под кофе, детского питания, фруктовых пресервов), широкая кисточка для рисования, мокрая марлевая салфетка или тряпочка размером 30х30, свернутая в несколько раз (смочена водой!), пинцет, скальпель, пробирки/баночки с питательной средой, пробирки/чашки Петри с материалом для размножения.

Порядок работы

Протираете влажной тряпочкой поверхность стола, ополаскиваете тряпочку и выжимаете ее. Кладете свернутую под ПРАВУЮ руку, справа от кафельной плитки. Располагаете подручные средства. Кафельная плитка лежит прямо перед вами, в центре рабочего места. За кафельной плиткой по центру стоит спиртовка. Рядом с ней, на расстоянии 10 см или чуть больше стоит стаканчик со спиртом, получается, он будет находиться сразу за тряпочкой справа от вас. Слева от плитки располагаются пробирки со средой и материал, который вы будете вводить в культуру или пассировать. Расстояние от плитки до среды и от плитки до тряпочки не менее 10 см влево и вправо, соответственно. Скальпель и пинцет погружены в спирт примерно на 2/3 своей длины (поэтому важно, чтобы баночка была узкой и высокой и была почто до верха наполнена спиртом. Кисточка также стоит в стаканчике со спиртом.

Берете кисточку, мажете спиртом поверхность плитки. Ставите кисточку в спирт. Зажигаете спиртовку, вынимаете скальпель, поджигаете в пламени спиртовки и поджигаете горящим скальпелем спирт на поверхности плитки. Кладете скальпель справа на кафельную плитку (она может еще продолжать гореть) так, чтобы острие скальпеля смотрело вверх (то есть на ребро плитки), но так, чтобы большая часть скальпеля, включая острие, находилось именно над плиткой, в пламени. Правой рукой берете пинцет из баночки со спиртом, перекладываете в левую руку, поджигаете от спиртовки и кладете слева на плитку — аналогично скальпелю. ВНИМАНИЕ — если вы проводите эти процедуры впервые — отрабатывайте навыки, окуная инструменты в спирт на четверть длины и не пугайтесь пламени, оно исчезает в течение минуты. Влажная тряпочка — ваша страховка на случай, если вы подожжете что-то не то, например, запаникуете и бросите горящий инструмент в баночку со спиртом. Тогда сразу накрывайте влажной тряпкой источник огня, без доступа кислорода огонь тухнет моментально.

В результате этих манипуляций вы имеете абсолютно стерильную поверхность плитки со стерильными инструментами на ней. Постарайтесь контролировать свои движения и доставать экспланты, открывать пробирки не над плиткой непосредственно, а в зоне между плиткой и горящей спиртовкой, то есть за плиткой. На стерильной плитке вы можете резать эксплант, класть его пинцетом на кончик скальпеля для последующего переноса на питательную среду и она должна оставаться стерильной. Старайтесь не трясти над ней рукавами халата. Использованные инструменты снова погружаете в спирт. Перед каждым новым эксплатном все операции по стерилизации, начиная с обжигания поверхности плитки, повторяются. Помните, что скальпель вы держите указательным и большим пальцем (он лежит на указательном и среднем, зажатый большим пальцем, а крышки с пробирок снимаете мизинцем, предварительно пронеся горлышко пробирки через пламя спиртовки.

Стерилизация растительного экспланта

Стерильная культура — культура, свободная от эпифитных и ризосферных микроорганизмов.

Работающий должен вымыть руки с мылом и протереть их спиртом, надеть стерильный халат, завязать волосы стерильной косынкой.

Перед стерилизацией объекта его тщательно моют теплой водой с мылом, промывают дистиллированной водой, очищают от излишних тканей, снимают кожуру у корнеплодов и корней, кору у побегов, поверхностные листья у верхушек побегов, промывают дистиллированной водой и помещают на несколько секунд в 70 % спирт (семена на 1–2 минуты). После этого сегменты корней, побегов, стеблей, клубней или семена переносят в стерилизующий раствор.

Вид стерилизующего агента, его концентрация и время действия, зависящие от особенностей тканей исходных растений, необходимо подобрать таким образом, чтобы убить микроорганизмы и не повредить ткани экспланта. Для поверхностной стерилизации растительных объектов применяют следующие средства стерилизации: сулему (двуххлористая ртуть) (0.1 %), хлорамин (2-10 %), гипохлорит кальция (7-10 % Са(ClO)₂) или натрия (NaOCl), перекись водорода (13–18 %) и др. Хлорамин можно купить в аптеке. Для стерилизации можно использовать также хлорсодержащие растворы отбеливателей из хозяйственных магазинов, например, средство "Белизна". Свежие растворы отбеливателей при стерилизации нежных эксплантов, таких как молодые листочки, нужно разводить в 2 или даже в 3 раза. Эффективность стерилизации возрастает при добавлении нескольких капель твина-80 и твина-20 на литр стерилизующего раствора.

Продолжительность стерилизации меристем сулемой — 5 минут, семян — 15–20 минут, пергидролем соответственно 15 и 30 минут.

После стерилизации материал переносят в стерильную дистиллированную воду, выдерживают 10 минут, затем меняют воду ещё два раза, выдерживая в каждой порции по 15–20 минут. В стерильных чашках Петри или на стерильных листах бумаги, или на обожженной кафельной плитке обрезают стерильным скальпелем концы сегментов исходного материала, где клетки могут быть повреждены, и из средних зон нарезают кусочки тканей, которые высаживают на инициальную среду для образования каллусов. При стерилизации отрезков стебля или верхушечных почек в растворах сулемы или гипохлорита рекомендуется парафинировать срезы, чтобы стерилизатор не проник в сосуды, что может привести к интоксикации ткани.

Ход работы

Простерилизовать инструменты, посуду и питательные среды, необходимые для проведения работ по выращиванию стерильных проростков и выращивания каллусных тканей.

1. Завернуть в плотную бумагу и простерилизовать сухим жаром в сушильном шкафу стеклянную посуду — колбы, чашки Петри.

2. Подвергнуть предварительной стерилизации в сушильном шкафу скальпели и пинцеты. Перед помещением в сушильный шкаф завернуть инструменты в плотную бумагу.

3. Простерилизовать в автоклаве дистиллированную воду в колбе. Для получения стерильной воды налейте в колбу 1/3 часть объема дистиллированной воды, закройте ватной пробкой, а сверху плотной бумагой или целлофаном, можно обернуть горлышко фольгой. Автоклавировать 30 минут при 1 атмосфере.

4. Простерилизовать в автоклаве в течение 20 мин при давлении 1 атм. пробирки с питательной средой, закрытые фольгой или ватными пробками, обернутыми плотной бумагой или целлофаном.

Питательные среды для растительных биотехнологических объектов

Успех в культивировании объектов зависит от правильного выбора питательной среды и тщательности её приготовления. В состав питательных сред входят макро- и микроэлементы (N, Р, К, Са, S, Mg, Fe, В, Zn, Сu, Со, Mn, J, Мо); витамины B₁, В₆, В₁₂, РР и другие; углеводы (сахароза, глюкоза, маннит); фитогормоны (чаще всего цитокинины и ауксины в определенном соотношении). Ауксины вызывают клеточную дедифференцировку, цитокинины индуцируют деление дедифференцированных клеток и необходимы для получения каллусных тканей.

На средах без гормонов растут "привыкшие" и опухолевые ткани.

Для получения стеблевого морфогенеза снижают содержание ауксинов.

Из ауксинов чаще всего применяют 2,4-дихлорфеноксиуксусную кислоту (2,4-Д) — 0.1-10 мг/л, нафтилуксусную кислоту (НУК) — 0.1–2 мг/л, ИУК — 1-30 мг/л.

Для индукции каллусогенеза используют более высокие концентрации ауксинов, в дальнейшем ткань может расти при более низком содержании ауксинов.

В качестве цитокининов используют кинетин, 6-бензиламинопурин (ЕАП), зеатин (0.001-10 мг/л); из них кинетин наименее активен. В состав некоторых сред входит аденин. Иногда используют гибберелловую кислоту (ГК). В качестве ростактиваторов применяют также кокосовое молоко, дрожжевой экстракт, гидролизат казеина и др.

Состав питательных сред для культивирования биотехнологических объектов зависит от типа их питания:

— среда без глюкозы — для хлореллы, цианобактерий;

— среда без витаминов и гормонов — для грибов (фузариума, ботритиса) и для ряски (Lemna);

— среда с азотом, сахарами, витаминами и гормонами — для культивирования клеток и тканей высших растений.

Разработано много питательных сред, но большинство из них представляют модификации основных: Мурасиге-Скуга (МС), Уайта, Шенка-Хильдебрандта, Гамборга (В₅), Линсмайера-Скуга, Хеллера, Чапека и др. Составы питательных сред, получивших наибольшее распространение, приведены в справочниках по физиологии растений и биотехнологии. Ниже вы найдете прописи для базовых сред для культивирования растительных клеток: среда Мурасиге-Скуга и среда Гамборга, некоторые микробиологические среды.

Состав питательных сред для растительных клеток

Среда Мурасиге-Скуга

Среда Гамборга (В₅)

Питательные среды для микроорганизмов и их приготовление[84]

1. Приготовление бобового агара

В 1 литре воды кипятят 100 г белой фасоли или белых бобов до готовности, избегая растрескивания бобов и превращения крахмала в клейстер. Отвар фильтруют в горячем виде и добавляют 2 % агара. Стерилизуют в автоклаве как обычно.

2. Приготовление среды для хлореллы

В качестве среды для культивирования зеленых водорослей можно использовать раствор Кнопа (г/литр раствора):

На растворе Кнопа можно также выращивать и ряску.

3. Приготовление среды для цианобактерий

Для культивирования цианобактерий рекомендуется среда Чу N 10 (г/литр раствора):

4. Приготовление питательного агара для грибов (агар Чапека)

Состав среды Чапека (г/литр раствора):

На дно колбы насыпать агар (можно брать пол-литровые обычные бутылки, тогда на 1 литр среды необходимы 3 бутылки, в каждую их которых насыпать 1/3 агара, т. е. 5 грамм) и залить раствором солей. Колбу или бутылки поставить в автоклав на стерилизацию на 20 минут. После стерилизации, покачивая колбу, тщательно перемешать содержимое, иначе агар останется на дне, и застынет только нижний слой среды.

В боксе среду разлить по стерильным чашкам Петри или пробиркам. Проверить на бактериальное заражение, выдержав 3–4 дня при комнатной температуре. В дальнейшем лучше хранить в холодильнике, так как там среда меньше испаряется.

5. Среда Прата для хранения коллекции культур водорослей

Длительно выдерживать зеленые водоросли без пересева не рекомендуется, так как водоросли могут прекратить свой рост в результате самоотравления продуктами жизнедеятельности. Признаками такого угнетения могут служить пожелтение культуры, появление белесого оттенка на среде и ее помутнение. Сохранить коллекцию водорослей можно на твердых питательных средах, где рост культуры замедлен, поэтому частые пересевы не требуются (раз в месяц, а если хранить при слабом рассеянном свете при температуре 10–15 °C, то и раз в два месяца). Состав среды Прата (г/литр раствора):

Среду простерилизовать.

Методики культивирования клеток

Начнем с того, что растительные и животные клетки предъявляют совершенно различные требования к условиям культивирования.

Для животных клеток диапазон оптимального существования очень узок. Это касается и температурных условий, и состава питательных сред (необходимо строго выдерживать pH, молярность и т. д.), и газового состава. Пожалуй, наименее требовательны они к освещению. Для выращивания животных клеток всегда используют готовые фабричные питательные среды, а для длительного поддержания линии нужен термостат. Для некоторых видов клеток газовый состав воздуха можно обеспечить, поместив флаконы с культурой в эксикатор (емкость с притирающейся крышкой) в который также помещают горящую свечку. Когда эксикатор плотно закрыт, свеча затухает сама при концентрации углекислого газа в воздухе 5 %.

Подробнее о условиях культивирования животных клеток и культивировании органов можно прочесть в учебнике по биотехнологии.

Заводить и вести культуру растительных клеток гораздо проще. Растительные культуры поддерживают при температурах от 22 до 27 °C, в темноте или при освещении. Среды для них — несложные, и их легко приготовить самому. Культивировать можно на твердых питательных средах с добавлением агар-агара, крахмала (методика изложена в главе "питательные среды" или на жидких питательных средах, с использованием мостиков из ваты и фильтровальной бумаги.

Суспензионные культуры растительных клеток поддерживать гораздо сложнее — необходима мешалка для постоянного перемешивания среды. Иначе эксплант погиб нет, в первую очередь, от отсутствия доступа кислорода.

Условия освещения различны в зависимости от поставленных вами задач. Каллусную ткань обычно получают в темноте. Клональное микроразмножение проводят при освещении. В качестве источника света лучше пригодны лампы дневного света. Они не нагревают камеру и имеют более или менее подходящий для растений спектральный состав света.

Каллус — определенным образом организованная масса ткани, состоящая из дедифференцированных клеток. Образование и рост каллусной ткани контролируется фитогормонами типа ауксинов и цитокининов. Под действием ауксинов происходит дедифференцировка, а под влиянием цитокининов — интенсивное деление, в результате которого образуется ткань.

Спонтанное образование каллусной ткани в природе мы можем наблюдать на месте повреждения. Каллусные клетки затягивают рану, а впоследствии дифференцируются в утраченные ткани растения. Например, когда вы черенкуете розы или другие древесные растения, то на месте нижнего среза, погруженного в воду вырастает мозолеобразое образование — каллус, из которого затем формируются корни, происходит укоренение черенка. Очень часто каллус формируется на поврежденных корнеплодах моркови (особенно в месте среза листьев), на черешках кочанов капусты.

Каллусную ткань также можно получить на искусственных питательных средах, включающих фитогормоны, используя фрагменты самых разных частей растения: стеблей, корней, тканей клубня, листьев, зародышей, семядолей и т. д. Такие фрагменты называются эксплантами.

Получение каллусной ткани из листьев табака

Табак — классический объект для получения каллусной ткани и дальнейших ее исследований. Клетки табака легко дедифференцируются и переходят к делению, образуя быстро растущую каллусную ткань. Кроме того, в каллусной ткани табака легко вызвать регенерацию.

Каллусообразование очень хорошо идет у основания листьев табака, особенно в зоне, примыкающей к срединной жилке. Для получения каллуса пригодны как стерильные, так и нестерильные растения. Нестерильные растения стерилизуют в растворе хлорамина, перекиси водорода или других стерилизующих агентов.

Материалы и оборудование

Растения табака любого возраста, стерильные или нестерильные, этанол, 4 % раствор хлорамина, пробирки со стерильной водой (3 штуки), скальпель, пинцет, спиртовка, кафельная плитка, стаканчик, подставки для инструмента, кисточка, чашка Петри, спички, пробирки со средой МС с добавлением гормонов: 2 мг 2,4-Д и 0,2 мг кинетина на литр среды.

Ход работы

Листья табака промыть в мыльном растворе, отмыть от мыла водопроводной водой, ополоснуть дистиллированной. Погрузить на 1 минуту в стаканчик с этанолом, вынуть, после чего поместить в чашку Петри и залить стерилизующим раствором на 10 минут. Раствор слить, промыть трижды стерильной дистиллированной водой из пробирок, в каждой из порций держать не менее 5 минут.

Если берутся пробирочные растения, то предварительная стерилизация не требуется.

Стерильные листья табака положить на предварительно обожженую кафельную плитку, стерильным скальпелем вырезать фрагменты у основания листьев, прилегающие к средней жилке, длиной 1–1.5 см, шириной 1 см. Перенести подготовленные участки листьев в пробирки или чашки Петри с питательной средой МС, содержащей гормоны, поместить в термостат при температуре 26 °C. Через 3 недели рассмотреть результат.

Получение и культивирование каллуса из стебля картофеля

Материалы и оборудование

Стерильные растения картофеля в пробирке или нестерильные проростки клубней картофеля, длиной 10–15 см., этанол, 4 % раствор хлорамина, пробирки со стерильной водой (3 штуки), скальпель, пинцет, спиртовка, кафельная плитка, стаканчик, подставки для инструмента, кисточка, стерильная чашка Петри, спички, чашки Петри или колбы со средой МС (с добавлением гормонов — 4 мг 2,4-Д и 0.2 мг кинетина на литр среды).

В ответ на поранение паренхимные клетки, помещенные в питательную среду, содержащую фитогормоны, дедифференцируются, переходят к делению и образуют каллус. У картофеля каллус может быть получен из тканей стебля, листа, клубня, пыльника.

Ход работы

Если используется стерильное растение из пробирки, то горлышко пробирки обжечь спиртом. Пинцетом вынуть стерильное растение из пробирки и поместить его в стерильную чашку Петри. Если берется нестерильное растение, то после промывки его оставляют в чашке Петри. Придерживая крышку в полуоткрытом состоянии, стерильным скальпелем вырезать скальпелем участки стебля длиной 5-10 мм, не захватывая междоузлия. Обжечь инструменты, перенести вырезанный участок на плитку, надсечь экспланты в нескольких местах для появления в дальнейшем раневого каллуса. Поместить их в колбу или чашку Петри со стерильной средой, чуть вдавливая их пинцетом, для усиления контакта со средой. В одну чашку Петри помешают 5-10 эксплантов. Закрыть колбу или чашку Петри. Чашки Петри заклеить парафилмом или пищевой пленкой. Поместить в термостат без освещения и выдержать 3 недели при температуре 22–25 °C. Через 3 недели рассмотреть образовавшийся каллус.

Получение и культивирование каллусной ткани из зародышей пшеницы

Материалы и оборудование

Зрелые зерновки пшеницы, пробирки со стерильной средой Гамборга с добавлением 5 мг на литр 2,4-Д (см. прописи питательных сред для растительных клеток), стерильный пинцет, скальпель, кисточка, стаканчик с этанолом, 4 % хлорамин, чашка Петри, кафельная плитка, колба со стерильной водой, спиртовка, спички.

Каллусы, полученные из зародышей пшеницы, используют для селекции растений на солеустойчивость, засухоустойчивость, устойчивость к другим неблагоприятным факторам.

Ход работы

Семена пшеницы промыть водой с мылом, затем водопроводной водой, ополоснуть дистиллированной водой. Поместить в чашку Петри, залить этанолом на 5 минут, этанол слить в стаканчик, залить хлорамином на 15 минут, трижды промыть стерильной дистиллированной водой, выдерживая по 5 минут в каждой смене. Зерновку пинцетом поместить на плитку, вычленить зародыш, разрезать его поперек на 2 части. Верхнюю половинку зародыша, обращенную в зерновке к центру, поместить срезом на поверхность питательной среды в пробирке. Поместить в климокамеру при температуре 25 °C. Через три недели рассмотреть результаты.

Микроразмножение томатов или табака черенкованием побегов

Материалы и оборудование

Пробирочные растения томатов или табака, пробирки с питательной средой МС, стерильные скальпели, пинцеты, чашки Петри.

Размножать некоторые растения можно путем черенкования в пробирочной культуре. Для этого растения разрезают на части. Черенки пересаживают в пробирки с питательной средой МС. Размножение черенкованием основано на подавлении апикального доминирования и активации пазушных меристем путем удаления верхушечного побега. При помещении побега на питательную среду из пазушных меристем появляется побег. Черенкование проводят с интервалом 14–21 день. Из 1 растения получают 5–8 черенков, за 2–3 месяца это составит 3–5 тысяч растений (при условии, что вы все делаете правильно и в условиях абсолютной стерильности).

Ход работы

Пробирочное растение вынуть из пробирки, поместить в стерильную чашку Петри, разрезать на части (отрезок стебля с листом и пазушной почкой), часть стебля над листом должна быть при этом в 2–3 раза меньше, чем часть ниже лис та. Необходимо соблюдать строгую стерильность. Черенки перенести на свежую питательную среде в пробирки. Для предотвращения попадания микроорганизмов в пробирки обжечь горлышко и ватную пробку в пламени спиртовки. Пробирку поставить в световую камеру. Наблюдать за развитием побега.

Клональное микроразмножение роз

Материалы и оборудование

Однолетние побеги роз, скальпель, кисточка, пинцет, стаканчик с этанолом, пробирки со стерильной водой, 4 % раствор хлорамина, чашка Петри, кафельная плитка, спиртовка, спички, пробирки с модифицированной питательной средой МС, ее компоненты:

Ход работы

В качестве экспланта используют боковые почки из средней части 1-летнего побега. Побеги промывают водопроводной водой с мылом, ополаскивают дистиллированной водой, вырезают почку. Стерилизуют сначала 70 % этанолом в течение 1 минуты, а затем в растворе хлорамина 10 минут. Трижды промывают стерильной дистиллированной водой (в каждой порции по 10 минут). Срезы обновляют, снимают почечные чешуи и переносят почки на агаризованную питательную среду в пробирки. В некоторых случаях экспланты переносят на свежую питательную среду, так как в среду выделяются полифенолы. Культивируют при температуре 18–25 °C, освещенности 500-1000 люкс, 16-часовом фотопериоде. Пассируется через 3–4 не дели. Для укоренения побеги переносят на среду Гамборга (В₅) с добавлением 1 мг/л ИУК и увеличивают интенсивность освещения до 2000 люкс.

Перенос посадочного материала в почву

Материалы и оборудование

Пробирки с растениями, горшки с почвой; почву желательно прогреть или проавтоклавировать до посадки растений.

Ход работы

Сделать пробиркой углубление в увлажненной почве в горшке. Пробирочное растение вынуть из пробирки, поместить в горшки с почвой, не отмывая агаровой среды. Уплотнить почву вокруг растения. Первые 3–5 дней желательно прикрывать растения стеклянным колпаком. Через 10 дней растения пересаживают на постоянное место в теплице.

Поддержание и сохранение культуры картофеля

Материалы и оборудование

Пробирки с растениями картофеля, стерильный пинцет, скальпель, кисточка, стаканчик с этанолом, чашка Петри, кафельная плитка, спиртовка, спички, пробирки с питательной средой МС.

Для замедления роста растений из черенков ТУР (ретардант, применяемый в сельском хозяйстве против полегания стеблей растений — хлорхолинхлорид, ССС) в концентрации 0.4–0.5 мл/л добавляют в среду МС, при этом промежуток между двумя последующими черенкованиями увеличивается с 1 до 4 месяцев, а высота со сближенными междоузлиями не превышает 3–4 см. Растения приобретают темно-зеленую окраску.

Одним из способов сохранения и поддержания коллекции in vitro является клубнеобразование в пробирках. На процесс образования клубней in vitro оказывает влияние фотопериод, температура, ростовые вещества, содержание сахарозы в питательной среде.

Ход работы

Черенки переносят на модицифированную питательную среду МС для образования клубней картофеля, ее компоненты:

Культивирование черенков проводится под люминесцентными лампами при 10 часовом фотопериоде, освещенности 3.5–4 тыс. люкс, влажности 70 %. После трехнедельного выдерживания на 10-часовом фотопериоде растения переносят на 2 суток в темноту, а затем на 16 часовой период и оставляют в этих условиях до завершения клубнеобразования. После отмирания растений и достижения микроклубнями размера 0.7–1.4 см их извлекают из пробирок (в стерильных условиях) и хранят в пробирках, закрытых ватными пробками, в холодильнике, при температуре +2 — +4 °C.

Культивирование фибробластов человека

Культуральная посуда и оборудование

Пипетки мерные от 1 до 10 мл, пипетки Пастера, пенициллиновые флаконы, пробирки Лейтона, мерные флаконы от среды разных объемов, пробки резиновые № 10, 12.5, 14.5, 24; стекла покровные для микроскопии, предварительно нарезанные для помещения их в пенициллиновые флаконы, пинцеты глазные анатомические и хирургические, зажим Кохера, бритва безопасная, препаровальная игла из нержавеющей стали, резиновая груша для работы с пипетками (с надетой резиновой трубкой), инвертированный микроскоп, ламинар-окс, термостат.

Питательная среда

Фибробласты успешно культивируют на разных средах, но рекомендуется использовать следующий состав питательной среды — среда Игла — 90–85 %, сыворотка крупного рогатого скота — 5-10 %, пуповинная сыворотка человека (фетальная сыворотка) — 5 %, глютамин — 150 мг на 500 мл готовой среды. Готовую среду и её компоненты рекомендуется хранить при 4 °C. При культивировании эксплантов рекомендуется использовать антибиотики (40–60 мкг канамицина на 1 литр среды).

Ход работы

1. Взятие биопсии. Фибробласты можно получать из многих тканей и органов. Проще всего — фибробласты дермального слоя кожи. Наиболее удобно брать биопсию со внутренней стороны предплечья левой руки (нижняя треть). Кожу дезинфицируют 70 % этиловым спиртом. Не рекомендуется употреблять другие дезинфицирующие растворы, так как в случае проникновения в биопат они могут оказать токсическое действие. После дезинфекции кожу захватывают глазным хирургическим пинцетом, оттягивают и отрезают кусочек кожи непосредственно под браншами пинцета. Не следует стремиться взять глубокие слои кожи. При правильно взятой биопсии, захватывающей эпидермис и сосочковый слой кожи, кровотечение минимально. Отсечение лучше проводить лезвием безопасной бритвы, простерилизованной (как и пинцет) путем погружения в этиловый спирт с последующим поджиганием. Отсеченный кусочек погружается в заранее приготовленный пенициллиновый флакон со средой. На рану накладывают бактерицидный пластырь. Фрагмент кожи может храниться в питательной среде при 4 °C в течение 3–4 суток без утраты фибробластами способности к росту.

2. Получение экспланта. В стерильную чашку Петри с каплей 0.25 % раствора трипсина или питательной среды помещают фрагмент кожи. Придерживая пинцетом, нарезают на мелкие кусочки величиной с булавочную головку и меньше стерильным лезвием безопасной бритвы, зажатой в зажим Кохера или Пеана. При помощи изогнутой препаровальной иглы кусочки извлекают из капли и помещают на покровное стекло, находящееся в пенициллиновом флаконе или пробирке Лейтона. Уложенные кусочки накрывают другим покровным стеклом, слегка прижимая препаровальной иглой. Наливают в культуральный сосуд питательную среду так, чтобы она покрыла верхнее стекло. Покровные стекла с зажатыми между ними кусочками кожи при помощи пинцета кладут на боковую стенку пенициллинового флакона. Флаконы плотно закрывают пробкой и устанавливают на подставке под углом примерно в 30°. Культуры инкубируют в термостате при 37 °C. В течение недели следят за цветом среды. Изменение цвета индикатора к желто-оранжевому свидетельствует о хорошем состоянии экспланта.

Через неделю ежедневно начинают просматривать культуру под микроскопом. Можно использовать как инвертированный, так и обычный микроскоп. В последнем случае следует осторожно повернуть флакон, при этом стекла с культурой прилипают к боковой стенке флакона и могут быть исследованы при малом увеличении. Вокруг кусочков вначале появляются единичные фибробласты, которые заметны в виде длинных веретеновидных клеток, либо появляется слой эпителия, окружающий фрагмент в виде "кружевного" ореола. При появлении зоны выроста клеток следует сменить среду. Когда клетки займут все пространство между кусочками (это видно невооруженным глазом или при помощи лупы), их пересевают.

Пересев фибробластов человека

Материалы и оборудование

Флаконы с питательной средой, трипсин, покровные стекла, пипетки, препаровальные иглы.

Пересевы производят для получения количества клеток, достаточного для цитогенетического или биохимического исследования, а также для криоконсервации. Клеточный штамм считают установившимся, если после пассирования в течение первых 5 пассажей прирост клеток спустя 3–4 суток после пересева превосходит количество посеянных минимум вдвое, что позволяет пересевать такие клетки в отношении 1:2 (из одного сосуда в два).

Ход работы

Удаляют питательную среду из культурального сосуда и наливают 2–3 мл подогретого 0.25 % раствора трипсина (или смесь версен-трипсин). Через 2 минуты удаляют трипсин, оставив его только между стеклами. Инкубируют в термостате 15–20 минут при 37 °C. Ход трипсинизации можно контролировать, просматривая культуры под микроскопом.

По окончании трипсинизации при помощи препаровальной иглы отделяют одно стекло от другого и при помощи тонко оттянутой пипетки смывают клетки небольшим количеством среды (1 мл). При этом несколько раз пропускают через пипетку суспензию клеток и кусочки. Суспензию клеток переносят в пенициллиновый флакон и добавляют среду до 2–3 мл. Оставшиеся в прежнем сосуде кусочки снова укладывают между двух покровных стекол и заливают средой. От этих вторично культивируемых эксплантов может быть получен второй "урожай" клеток.

Флакон с пересаженными растущими фибробластами просматривают ежесуточно под микроскопом. Когда образуется слившийся слой клеток, производят второй пересев (обычно через 4–7 суток).

Контроль штаммов

Ежедневный просмотр культуральных сосудов для оценки цвета среды и её прозрачности. Резкое изменение цвета и появление мути может свидетельствовать о бактериальном или грибковом заражении. Если цвет индикатора среды не изменяется после пересева или сдвигается в сторону малинового, это может быть связано с отсутствием размножения клеток, с недостаточным количеством для данного объема или гибелью. При помощи инвертированного микроскопа оценивается морфология клеток и слоя в целом.

В нормальных условиях фибробласты — веретенообразные вытянутые клетки с прозрачной цитоплазмой. Отсутствие рисунка на субстрате (фибробласты обладают ориентированным ростом), появление зернистости в цитоплазме, пустые места в слое клеток, распластанность клеток свидетельствует об их дегенерации в результате токсических или иных вредных воздействий. Небольшое количество среды после каждого пересева отливают для проверки на стерильность, которую производят путем посева на агар.