Биология. В 3-х томах. Т. 2

Открытие ауксинов

Ауксины были открыты в результате изучения фототропизма, которое было начато еще в опытах Чарлза Дарвина и его сына Френсиса. Взяв колеоптили овса, они показали на этом очень удобном объекте (рис. 15.3), что рост проростков в сторону света обусловлен тем, что от верхушки стебля передается какое-то "влияние" на лежащую позади зону роста. Часть этих экспериментов представлена на рис. 15.4, где каждая схема отражает результаты не одного, а многих опытов.

Рис. 15.3. Прорастание типичного проростка злака. А, Б и В — отдель-ные стадии прорастания; Г-разрез колеоптиля на стадии Б

15.6. а) Подробно запишите выводы, которые вы могли бы сделать на основании опытов А-Г на рис. 15.4, учитывая, что изгибы стебля обусловлены изменениями роста в зоне, расположенной ниже верхушки стебля.

б) Почему нужно было поставить опыт В, узнав результаты опыта Б?

Рис. 15.4. Опыты Дарвина по фототропизму колеоптилей овса. А, Б, В и Г розные опыты; слева в каждом случае показано воздействие, справа — его результат

Если ответную реакцию представить схемой: раздражитель → рецептор → передача сигнала → эффектор → реакция, то оказывается, что меньше всего мы знаем о природе передачи сигнала. В 1913 г. датский физиолог растений Бойсен-Йенсен впервые исследовал этот вопрос. Некоторые из его опытов отображены на рис. 15.5.

Рис. 15.5. Опыты Бойсен-Йенсена по фототропизму колеоптилей овса. А, Б и В — разные опыты; слева в каждом случае показано воздействие, справа его результат

15.7. Какую дополнительную информацию дали опыты Бойсен-Йенсена?

15.8. Какие результаты будут получены, если повторить эти опыты при равномерном освещении со всех сторон? Нарисуйте схемы, объясните ответ.

В 1928 г. датский физиолог растений Вент окончательно доказал, что существует специфический химический передатчик. Вент поставил перед собой цель перехватить и собрать это вещество в тот момент, когда оно распространяется из верхушки назад, а затем показать его эффективность в различного рода тестах. Он рассуждал, что небольшая диффундирующая молекула должна беспрепятственно проникать внутрь небольшого блока из агарового геля, в котором между молекулами агара остаются довольно большие свободные пространства. Некоторые опыты Вента представлены на рис. 15.6.

Рис. 15.6. Опыты Вента. А и Б-разные опыты; слева в каждом случае показано воздействие, справа — его результат. Рядом показаны контрольные эксперименты. Все процедуры проводились в темноте или при постоянном освещении

15.9. Какие выводы позволяют сделать результаты, показанные на рис. 15.6?

15.10. Какой результат будет получен, если обработанный блок поместить на правую сторону декапитированного колеоптиля в варианте Б?

На рис. 15.7 представлен еще один эксперимент Вента, который заслуживает особого внимания. В контрольных опытах кончик колеоптиля, помещенный на два агаровых блока А и Б, инкубировали при равномерном освещении или в темноте, а затем переносили агаровые блоки на колеоптиль с удаленным кончиком; величина изгиба, индуцируемого блоками А и Б, в этом случае была одинакова. Одностороннее же освещение верхушки колеоптиля приводило к неравномерному распределению активного вещества между блоками А и Б (рис. 15.7). Это не только подтверждает выводы Бойсен-Йенсена о влиянии света на распределение активного вещества, но и показывает, что можно определять количество этого вещества биологическим методом (с помощью "биотеста"). Вент установил, что величина изгиба колеоптилей овса прямо пропорциональна концентрации активного вещества (в диапазоне ее нормальных физиологических величин).

Рис. 15.7. Опыт Вента, демонстрирующий влияние одностороннего освещения на распределение химического фактора (ауксина)

Впоследствии это вещество было названо "ауксином" (от греч. auxein-увеличивать). В 1934 г. оно было идентифицировано как индолилуксусная кислота (ИУК). Вскоре выяснилось, что ИУК широко распространена у растении и что с нею тесно связано увеличение размеров клеток. На рис. 15.8 показано, как, по современным представлениям, передвигается ИУК при одностороннем освещении колеоптилей. Следует, однако, отметить, что колеоптиль — это самая простая из изученных до сих пор систем и что другие системы, по-видимому, устроены гораздо сложнее. Кроме того, нет почти никаких данных о том, что градиент ауксина создается еще во время критического периода, до проявления ответной реакции.

Рис. 15.8. гипотеза, объясняющая влияние одностороннего освещения на распределение ауксина в колеоптиле

Строение ИУК Строение ИУК показано на рис. 15.9.

Рис. 15.9. Строение индолилуксусной кислоты

Вскоре были выделены и другие вещества, сходные с ИУК по структуре и активности; удалось также синтезировать несколько соединений подобного типа, так что появился целый класс ростовых веществ, называемых ауксинами. Некоторые из них будут рассмотрены в разд. 15.2.5.

Синтез и распределение ауксинов

Ауксины непрерывно образуются в точке роста стебля и в молодых листьях. Перемещение ауксинов от верхушки можно назвать базипетальным (от точки роста к основанию органа) и полярным (т.е. идущим в одном направлении). По-видимому, они движутся от клетки к клетке путем диффузии и в конце концов инактивируются и разрушаются ферментами. Транспорт на дальние расстояния про-исходит по проводящей системе (в основном по флоэме) и направлен от побегов к корням. Вероятно, в корнях ауксины почти не образуются. Влияние различных концентраций ауксина на рост побега можно оценить, поставив опыт вроде описанного ниже..

Опыт 15.1. Изучение влияния икдолилуксусной кислоты (ИУК) на рост колеоптилей овса

Цель эксперимента — исследовать влияние разных концентраций ИУК на рост колеоптилей овса. Белый свет влияет на рост растений, поэтому резать и переносить колеоптили во время опыта нужно при красном свете или при возможно более слабом освещении. В опыте используют раствор сахарозы, так как для роста нужна энергия, а сахароза служит ее источником. Верхушку (3 мм) колеоптиля удаляют, чтобы природные ауксины, которые в нем образуются, не влияли на рост.

Проросшие семена овса с колеоптилиями не менее 1,5 см длиной [замочите 100 зерен овса в воде и оставьте их на ночь; замоченные семена положите на мокрую фильтровальную бумагу в чашке Петри, накройте чашку алюминиевой фольгой и поместите в темное место (семена проращивают пять дней в термостате при 20°С); для того чтобы получить 60 колеоптилей, нужных для каждого опыта, следует замачивать по меньшей мере 100 зерен, так как часть их может не прорасти]

6 пробирок вместе со штативом

6 чашек Петри с крышками

5 градуированных пипеток на 5 мл

Мерный цилиндр на 25 мл или градуированная пипетка на 10 мл

Резак для колеоптилей (рис. 15.10)

Кисточка

Исходный раствор ИУК (1 г/л). (ИУК с трудом растворяется в воде, поэтому ее сначала растворяют в этаноле: растворите 1 г ИУК в 2 мл этанола и разбавьте раствор дистиллированной водой до 900 мл; нагрейте раствор до 80°С и подержите его 5 мин при этой температуре; доведите раствор дистиллированной водой до 1 л. Количество раствора готовится в соответствии с тем, сколько его нужно для опыта)

2%-ный раствор сахарозы

Дистиллированная вода

1. Возьмите 6 пробирок и 6 чашек Петри и подпишите их буквами от А до Е.

2. В каждую пробирку внесите 18 мл 2%-ного раствора сахарозы.

3. С помощью чистой пипетки на 5 мл добавьте 2 мл исходного раствора ИУК в пробирку А и тщательно перемешайте оба раствора.

4. Взяв новую пипетку, перенесите 2 мл раствора из пробирки А в пробирку Б и тщательно перемешайте содержимое пробирки Б.

5. Используя каждый раз новую пипетку, перенесите 2 мл из пробирки Б в пробирку В, перемешайте; затем — 2 мл из пробирки В в пробирку Г, перемешайте; затем-2 мл из пробирки Г в пробирку Д.

6. В пробирку Е добавьте 2 мл дистиллированной воды.

7. Перенесите растворы из пробирок А-Е в чашки Петри А-Е.

8. Возьмите 60 проростков овса и отрежьте по 10 мм колеоптилей, отступив от верхушки на 2 мм. Возьмите резак с двумя лезвиями, установленными точно на расстоянии 10 мм друг от друга; для установки используйте шайбы или другие прокладки; резак должен быть скреплен винтом и двумя гайками (см. рис. 15.10). Если выровнять кончики колеоптилей, можно сразу отрезать по нескольку препаратов.

9. Возьмите кисточку и перенесите по 10 отрезков колеоптиля в каждую из чашек Петри, стараясь избежать перекрестного загрязнения растворов (чем больше колеоптилей мы возьмем, тем статистически достовернее будут результаты).

10. Накройте чашки крышками и оставьте их в темноте при 25°С на три дня.

11. Как можно точнее измерьте длину колеоптилей.

12. Отбросив максимальную и минимальную величины, определите среднюю длину колеоптиля для каждой чашки.

13. Постройте график зависимости средней длины колеоптиля (по вертикальной оси) от концентрации УИК в пробе, выразив ее в частях на миллион (по горизонтальной оси).

15.11. Какова будет концентрация ИУК в каждой из чашек, если выразить ее в частях на миллион (ч. на млн.) (1 г/л = 1000 ч. на млн.)?

14. Прокомментируйте полученные результаты и сравните их с кривыми на рис. 15.11. Точность результатов можно повысить, если объединить данные всей группы учащихся.

Рис. 15.10. Как порезать колеоптили на кусочки длиной по 10 мм

Рис. 15.11. Влияние концентрации ауксина на рост корней и побегов. Обратите внимание на то, что ауксин в концентрациях, стимулирующих рост побегов, подавляет рост корней

Как известно, корни растут вниз, т. е. у них положительный геотропизм, а побеги, наоборот, растут вверх, т. е. им свойствен отрицательный геотропизм. То, что раздражителем в этом случае служит сила тяжести, можно показать с помощью прибора, называемого клиностатом (рис. 15.12). При вращении камеры сила тяжести одинаково и поочередно воздействует на все части проростка. Чтобы снять одностороннее действие силы тяжести и заставить побеги и корни расти горизонтально, вполне достаточно четырех оборотов камеры в час. Неподвижные контрольные проростки дают нормальный ответ на силу тяжести, т.е. побег у них растет вверх, а корень — вниз. Очень важно обеспечить равномерное освещение (или же проводить опыт в полной темноте), чтобы не вызвать направленной реакции на свет.

Рис. 15.12. Клиностат с проросшими конскими бобами после нескольких дней их роста при вращении

Роль ауксинов в геотропизме можно продемонстрировать, поставив опыт (рис. 15.13) с применением методики Вента. Если колеоптиль положить горизонтально, то ауксин будет выходить из его верхушки, но пойдет не вдоль него, а вниз. Увеличение концентрации ауксина на нижней поверхности интактного колеоптиля приведет к усиленной стимуляции растяжения клеток в этом месте, и в результате рост будет направлен вверх.

Рис. 15.13. Влияние силы тяжести на распределение ауксина в лежащей горизонтально верхушке колеоптиля

Декапитация корня тоже делает его нечувствительным к земному тяготению, но передвижение ауксинов в корне продемонстрировать не так легко, потому что их здесь очень мало, и результаты описанного выше биотеста будут не особенно убедительными. Тем не менее можно получить интересные результаты, проделав опыт, показанный на рис. 15.14.

Рис. 15.14. Влияние неравномерного распределения ауксина на рост декапитированных колеоптилей и корней

15.12. Какие выводы можно сделать из опыта, показанного на рис. 15.14?

Наблюдения подобного рода привели к гипотезе, согласно которой диаметрально противоположная реакция корней и стеблей обусловлена разной чувствительностью к ауксину; эта гипотеза представлена на рис. 15.15. Несколько позже мы обсудим различные модификации этой гипотезы, учитывающие данные последних лет.

Рис. 15.15. гипотеза, объясняющая ростовые эффекты перераспределения ауксина в положенном горизонтально сеянце

Отдельные случаи отрицательного фототропизма корней тоже можно объяснить различной чувствительностью к ауксину (рис. 15.11); повышенное накопление ауксина на затененной стороне должно подавлять рост, и в результате этого клетки на освещенной стороне будут растягиваться быстрее, заставляя корень удаляться от света.

Таким образом, выявляется один из важных аспектов регуляции роста растений: важна не только природа действующего ростового вещества (качественный контроль), но и его концентрация (количественный контроль).

Механизм восприятия силы тяжести

Возникает вопрос: как же воспринимается сила тяжести? Еще Дарвин показал, что геотропическая реакция исчезает после удаления корневого чехлика, т.е. группы крупных паренхимных клеток, которые защищают кончик корня, растущий в почве. На срезе корневого чехлика видны большие крахмальные зерна, лежащие в амилопластах внутри клеток (рис. 15.16).

Еще в 1900 г. было высказано предположение о том, что эти клетки ведут себя как статоциты, т.е. как рецепторы, воспринимающие силу тяжести, а сами крахмальные зерна играют роль статолитов — структур, перемещающихся под действием этой силы. Согласно "гипотезе крахмальных статолитов", крахмальные зерна осаждаются на нижней стороне клетки (рис. 15.16). Это каким-то образом влияет на распределение ростовых веществ, которые, как мы знаем, иногда образуются в точке роста корня, иногда в корневом чехлике, а иногда и там и тут. Существует много данных в пользу этой гипотезы. Во всех органах, воспринимающих силу тяжести, есть и статоциты. Так, например, они находятся в Верхушка Агаровый блок колеоптиля, лежащая горизонтально обкладке проводящих пучков стебля. Растения, у которых тем или иным способом удалены зерна крахмала, теряют и чувствительность к силе тяжести, но она восстанавливается, если дать им возможность накопить крахмал.

Рис. 15.16. Электронная микрофотография среза корневого чехлика; видны амилопласты с крахмальными зернами, лежащие в нижних участках клеток

15.13. В чем сходны механизмы восприятия силы тяжести у растений и животных?

Современные представления о геотропизме

Как мы только что говорили, реакция на силу тяжести у колеоптилей, по-видимому, опосредована ауксинами, однако у большинства растений геотропическая реакция стебля наблюдается даже после удаления верхушки, и поэтому до сих пор не ясно, связана ли она с передвижением ауксинов. В корнях перераспределение ауксинов действительно происходит, но оно, по всей видимости, не столь уж велико, чтобы полностью объяснить наблюдаемые изменения скорости роста. Было показано, что какой-то ингибитор роста и в самом деле передается из корневого чехлика в зону растяжения, но это, быть может, и не ауксин. Несколько групп исследователей пытались найти ауксин в корневых чехликах проростков кукурузы — одного из самых обычных экспериментальных объектов. Однако вместо ауксина была найдена абсцизовая кислота, тоже хорошо известный ингибитор роста. Не исключено, что здесь действует еще один ингибитор-этилен. И наконец, было обнаружено, что концентрация гиббереллинов (стимуляторов роста) на быстро растущей стороне стеблей или корней при геотропической стимуляции намного превышает норму.

15.14. Какие выводы можно сделать из опытов, показанных на рис. 15.17? В контроле, где агар не обработан, изгиба нет. Если вместо абсцизовой кислоты берут ИУК, изгиб тоже незначителен.

Рис. 15.17. Влияние абсцизовой кислоты на геотропическую реакцию декапитированных корней. (По данным Pilet, 1975.)

Открытие гиббереллинов

В 20-х годах группа японских ученых, работавших в Токийском университете, исследовала широко распространенное во всем мире и весьма вредоносное заболевание проростков риса, которое вызывал гриб Gibberella (сейчас его относят к роду Fusarium). Зараженные сеянцы вытягивались в длину, обесцвечивались и в конце концов погибали или давали очень плохой урожай. В 1926 г. был получен экстракт гриба, вызывавшего все эти симптомы у растений риса. В 1935 г. было получено в кристаллическом виде первое активное вещество, а к 1938 г. — еще два. Эти вещества были названы гиббереллинами по названию гриба. Языковые барьеры, а затем и вторая мировая война задержали развитие работ на Западе, но сразу же после окончания войны началось соревнование между английскими и американскими учеными, старавшимися выделить эти вещества. В 1954 г. английские исследователи выделили одно из активных веществ, которое они назвали гибберелловой кислотой. Оно оказалось третьим и наиболее активным гиббереллином (ГК₃) из числа тех, что были выделены в Японии. Вскоре были выделены гиббереллины из ряда высших растений, однако химическая структура ГК₃ была окончательно установлена только в 1959 г. (рис. 15.19). В настоящее время известно свыше 50 природных гиббереллинов, и все они лишь незначительно оличаются от ГК₃.

Рис. 15.19. Структура гиббанового скелета и гибберелловой кислоты (ГК3)

Строение гиббереллинов

Все гиббереллины относятся к терпенам, очень сложной группе растительных веществ, близкой к липидам; все они — слабые кислоты и все содержат "гиббановый" скелет (рис. 15.19).

Синтез гиббереллинов и распределение их в растении

Больше всего гиббереллинов в молодых, растущих органах, и синтезируются они главным образом в молодых апикальных листьях (возможно, в хлоропластах), почках, семенах и кончиках корней. Отсюда они мигрируют вверх и вниз по растению — передвижение из листьев носит неполярный характер. Перемещаются они по флоэме и ксилеме.

Действие гиббереллинов

Подобно ауксинам, гиббереллины вызывают главным образом удлинение стебля, в основном путем растяжения клеток. С их помощью можно восстановить нормальный рост у карликовых сортов гороха и кукурузы или превратить карликовую фасоль во вьющуюся лиану (рис. 15.20), а также стимулировать рост побегов у обычных растений. Взаимодействие гиббереллинов с ауксинами будет рассмотрено в разд. 15.3.

Рис. 15.20. Влияние гибберелловой кислоты (ГК) на рост карликовой фасоли сорта Метеор. Крайнее растение слева не обрабатывалось ГК и имеет типичный карликовый габитус. Все остальные растения обрабатывали ГК; для каждого растения указана доза (в микрограммах). Увеличение дозы вплоть до 5 мкг приводит к усилению роста стебля. На этом основан биотест на гиббереллины с использованием карликовой фасоли

Один из классических эффектов гиббереллинов, который очень интенсивно исследовали, пытаясь понять его механизм, — это выход из покоя семян некоторых растений, в особенности злаков. Прорастание семян вызывают, замачивая их в воде. После того как зародыш впитывает влагу, он начинает выделять гиббереллин, который диффундирует в алейроновый слой и стимулирует образование ряда ферментов, в том числе α-амилазы (рис. 15.21). Ферменты начинают расщеплять пищевые запасы эндосперма, и продукты их переваривания диффундируют в зародыш, где используются для его роста.

Рис. 15.21. Роль гиббереллина в мобилизации резервных питательных веществ в зерне ячменя при выходе из состояния покоя

15.15. а) Что служит субстратом α-амилазы? б) Что является продуктом реакции, которую она катализирует? в) Какой другой фермент нужен для полного расщепления субстрата α-амилазы? г) Почему α-амилаза столь важна для прорастания семян хлебных злаков?

15.16. Объясните роль белков алейронового слоя, рассмотрев рис. 15.21.

Опыт 15.2. Проверка двух гипотез: а) что гиббереллин стимулирует расщепление крахмала в прорастающих зернах ячменя и б) что гиббереллин образуется в зародыше

Амилазу в семенах ячменя можно обнаружить, поместив разрезанное семя на поверхность агара, содержащего крахмал. Если смочить поверхность агара, амилаза диффундирует из семени и начинает катализировать расщепление крахмала. Если добавить йод, оставшийся крахмал окрасится в сине-черный цвет, а вокруг семени останется прозрачная зона, где крахмал переварен. По размеру этой круглой зоны можно приближенно оценить количество амилазы в семени. При этом лучше вести работу в стерильных условиях, так как амилазу могут синтезировать также различные бактерии и грибы.

При надлежащей постановке эксперимента можно проверить и другие гипотезы (см., например, Сорраge J., Hill Т. А. (1973), J. Biol. Ed., 7, 11-18).

Белая кафельная плитка

Скальпель

Пинцет

Стакан на 50 мл

Наклейки или карандаш по стеклу

Раствор йода с йодистым калием

Стерильная дистиллированная вода в стерильных колбах (х 3)

5%-ный раствор гипохлорита натрия или продажный препарат для стерилизации, например раствор Милтона или 70%-ный спирт

две чашки с агаром и крахмалом (стерильные): 1%-ный агар с 0,5% крахмала заливают в стерильные чашки Петри слоем толщиной около 0,25 см

две чашки с агаром, содержащим крахмал и гиббереллин: в агар перед автоклавированием добавляют гиббереллин (ГК3)-1 мл 0,1%-ного раствора ГК₃ на 100 мл агара (конечная концентрация гиббереллина 10 ч. на млн.) (ГК₃ плохо растворима в воде и лучше всего растворяется в этаноле; часть ГК₃ разрушается при автоклавировании, но семена чувствительны к гиббереллину даже в концентрации 10^-5 ч. на млн.)

вылущенные семена ячменя: для удаления шелухи семена замачивают в 50%-ном (по объему) водном растворе серной кислоты на 3-4 часа, затем тщательно промывают (до десяти раз) в дистиллированной воде. Большая часть шелухи отделяется при энергичном встряхивании зерен в колбе Эрленмейера; семена тотчас же используют в опыте, так как после набухания они начинают прорастать. Если это невозможно, семена следует разделить на "зародышевую" и "незародышевую" половинки и положить в холодильник; в сухих условиях семена можно хранить не более 2-3 дней. У пшеницы зерна голые, и удалять шелуху не нужно; можно взять их вместо ячменя.

1. Возьмите две чашки с крахмальным агаром и две чашки с агаром, содержащим крахмал и гиббереллин, и пометьте их соответствено + Г и — Г. Чашки должны быть простерилизованы. Одну чашку из каждой пары подпишите "зародышевая", а другую — "незародышевая".

2. Разрежьте поперек хотя бы два сухих зерна ячменя (рис. 15.22) на кафеле. Так получают "зародышевую" и "незародышевую" половинки.

3. Простерилизуйте половинки в 5%-ном растворе гипохлорита натрия в течение 5 мин. Затем промойте их в трех сменах стерильной дистиллированной воды, разлитой по трем стерильным колбам.

4. Простерилизуйте пинцет в 70%-ном этаноле, а затем пинцетом перенесите половинки зерен в соответствующие чашки и положите их срезом вниз. Крышки чашек при этом приподнимают как можно меньше. Получаются такие варианты:

5. Проинкубируйте препараты в течение 24-48 ч при 20-30°С.

6. Проверьте каждую чашку на наличие крахмала: залейте агар раствором I₂/К1. Зарисуйте, как будут выглядеть чашки после пробы на крахмал. Обсудите полученные результаты.

Рис. 15.22. Как разрезать зерно ячменя для опыта 15.2

15.17. При работе с крахмальным агаром активность амилазы часто выявляется и в отпечатках пальцев. Подумайте, с чем это может быть связано.

15.18. Какой эксперимент можно поставить, используя те же материалы, чтобы доказать, что гиббереллины вызывают синтез нового фермента, а не активируют предсуществующую амилазу?

15.19. Как вы докажете, что синтез амилазы происходит в алейроновом слое?

15.20. Как можно использовать действие гиббереллина на семена ячменя для разработки биотеста на активность гиббереллина?

Другие эффекты гиббереллинов

О том, как влияют гиббереллины на цветение, рост плодов и состояние покоя у растений и как с ними связаны фотопериодизм и яровизация, мы поговорим позднее в соответствующих разделах. Все эти эффекты перечислены в табл. 15.4.

Таблица 15.4. Роль ростовых веществ в процессах роста и развития растений. (В таблице представлены самые общие сведения. Ростовые вещества не обязательно всегда оказывают то влияние, которое здесь указано; довольно обычны различия в реакции у разных растений. Наибольшее внимание лучше обращать на положительные эффекты; они выделены полужирным шрифтом и наиболее важны для студентов.)[19]

Механизм действия гиббереллинов

Механизм действия гиббереллинов до сих пор не выяснен. Было установлено, что в семенах хлебных злаков ГК₃ стимулирует синтез нового белка, особенно α-амилазы; при этом ГК₃ эффективна в столь малой концентрации (около 10^-5 мкг/мл), что действует, вероятно, на таком глубоком уровне клеточного метаболизма, как "включение" или "выключение" генов в процессе дифференцировки клеток (разд. 22.7). До сих пор, однако, убедительных подтверждений этого не получено, и к тому же для других эффектов требуются гораздо большие концентрации гиббереллинов. Влияние гиббереллинов на растяжение клеток зависит от присутствия ауксинов.

Практическое применение гиббереллинов

Для коммерческих целей гиббереллины получают из культуры грибов. Гиббереллины способствуют завязыванию плодов, и их используют для выращивания бескосточкового винограда (партенокарпия). ГК₃ применяют в пивоварении для стимуляции образования α-амилазы у ячмены, т.е. для более эффективного осолаживания. Некоторые синтетические ретарданты роста действуют как "антигиббереллины", т.е. подавляют эффект гиббереллинов. Применение таких веществ очень часто приводит к получению коротеньких (карликовых), но плотных растений с темно-зелеными листьями, а иногда и с повышенной устойчивостью к вредителям и болезням. Они занимают меньше места и, возможно, будут давать более высокий урожай в расчете на единицу площади; к тому же они меньше полегают при сильном ветре.

Открытие цитокининов

В 40-е и 50-е годы предпринимались попытки усовершенствовать методы выращивания культур растительной ткани. Создание улучшенных методов позволило бы изучать процессы развития в условиях, когда не влияют другие части растения, и дало бы возможность оценивать действие различных химических препаратов. Сохранять клетки живыми удавалось, но стимулировать их рост было очень трудно. В 1954-1956 гг. Скуг, работавший в США, обнаружил, что в молоке кокосового ореха есть какой-то ингредиент, который способствует делению зрелых сердцевинных клеток табака в культуре. "Кокосовое молоко" — это жидкий эндосперм (запас питательных веществ), и первые данные о том, что в нем содержатся ростовые вещества, были получены уже в начале 40-х годов, когда его исследовали как возможный источник веществ, стимулирующих рост зародыша. Испытывая другие активные вещества, Скуг и его группа обнаружили, что сходной активностью обладают старые препараты ДНК, тогда как в свежих пробах ДНК такой активности не было. Потом, однако, выяснилось, что и свежий препарат ДНК активен, если он был подвергнут автоклавированию. Было установлено, что активный компонент по химическому строению сходен с аденином — одним из оснований, входящих в состав ДНК (разд. 5.6). Этот компонент назвали кинетином. Термин кинин был предложен Скугом для обозначения веществ, участвующих в регуляции клеточного деления. Позднее был принят термин цитокинин; отчасти это было связано с понятием цитокинеза, означающим деление клеток, отчасти с тем, что термин "кинин" уже был использован в физиологии животных и имел там совершенно иное значение (кинин — это один из полипептидов крови). Первый природный цитокинин, который был химически идентифицирован, выделили из молодых зерен кукурузы (Zea mays) в 1963 г.; поэтому его назвали зеатином. Обратите внимание на то, что он тоже сходен по строению с аденином (рис. 15.23).

Рис. 15.23. Структура кинетина, зеатина и аденина

Синтез и распределение цитокининов

Больше всего цитокининов там, где происходит быстрое деление клеток, особенно в незрелых плодах и развивающихся семенах, — цитокинины связаны здесь с развитием зародыша. Судя по имеющимся данным, в зрелых растениях они часто образуются в корнях и переносятся оттуда к растущим побегам вместе с транспирационным током (по ксилеме). Затем цитокинины могут вновь экспортироваться из листьев по сосудам флоэмы.

Эффекты, вызываемые цитокининами

Цитокинины, если судить по их названию, должны способствовать делению клеток. Однако так они действуют только в присутствии ауксинов. Какую-то роль могут играть и гиббереллины, как, например, в камбии. Взаимодействие цитокининов с другими ростовыми веществами мы рассмотрим в разд. 15.3.2.

Одно из самых интригующих свойств цитокининов — это их способность замедлять нормальный процесс старения листьев. Если лист отделить от растения, он обычно очень быстро стареет, что проявляется в его пожелтении и в утрате им белка, РНК и ДНК. Однако, если нанести на такой лист каплю кинетина, в нем останется зеленый островок активной ткани, окруженный со всех сторон пожелтевшей тканью, и затем наблюдается передвижение питательных веществ из окружающих клеток в этот зеленый островок (рис. 15.24).

Рис. 15.24. Влияние кинет и на на транслокацию аминокислот в листьях табака. Вносили радиоактивную аминокислоту, а затем через определенное время, необходимое для транслокации, листья переносили на фотопленку. На полученных радиоавтографах видны черные зоны, содержащие меченую аминокислоту

15.21. Рассмотрите рис. 15.24 и затем ответьте на следующие вопросы:

а) Чем различается судьба нанесенной аминокислоты в старом и в молодом листе?

б) Почему должна быть такая разница?

в) В чем выражается влияние кинетина на распределение радиоактивной аминокислоты в старых листьях?

Сходный, хотя и более слабый эффект наблюдается даже в том случае, когда кинетин наносят на отмирающие листья прямо на растении. Было установлено, что в стареющих листьях резко снижается содержание природных цитокининов. Поэтому возможно, что программа естественного старения включает перенос цитокининов из более старых листьев в более молодые (по флоэме).

Вероятно, цитокинины участвуют и во многих других стадиях роста и развития растений (см. табл. 15.4 и разд. 15.3).

Механизм действия цитокининов

Структурное сходство цитокининов с аденином — компонентом РНК и ДНК — наводит на мысль, что цитокинины могут играть очень важную роль в метаболизме нуклеиновых кислот. Было показано, что некоторые необычные основания, выделенные из транспортных РНК, обладают цитокининовой активностью, и поэтому возникает вопрос о возможном участии цитокининов в синтезе транспортных РНК. Однако это предположение, даже если оно подтвердится, не исключает и иных механизмов действия этих ростовых веществ; сейчас ведутся дополнительные исследования.

Практическое применение цитокининов

Цитокинины продлевают жизнь свежей капусты, салата и некоторых других зеленых овощей (так как задерживают старение листьев) и срезанных цветов. Кроме того, их применяют для прерывания покоя у некоторых семян.

Открытие абсцизовой кислоты

Позднее физиологи растений получили данные о том, что для нормальной регуляции роста важны не только ауксины, гиббереллины и цитокинины, стимулирующие рост, но и ингибиторы роста. Уже давно подозревали, что состояние покоя обусловлено действием специфических ингибиторов. Именно из этого исходила группа ученых, работавших под руководством Уэринга в Аберистуитском университете в Уэльсе, когда они начали в конце 50-х годов поиски в этом направлении. В 1963 г. было показано, что экстракт из листьев березы индуцирует состояние покоя у березовых почек. Чтобы имитировать наступление зимы, листья выдерживали на коротком световом дне. В 1964 г. из листьев платана были выделены чистые кристаллы активного вещества. Полученное вещество назвали дормином. Оно оказалось идентично соединению, выделенному другой группой ученых в 1963 г. из молодых коробочек хлопчатника. Дормин ускорял опадение (по-латыни — abscisio) коробочек и поэтому был назван абсцизином II (абсцизин I действует сходным образом, но отличается по химическому строению и менее активен). В 1967 г. было решено называть это вещество абсцизовой кислотой (АБК). Абсцизовая кислота была найдена у всех высокоорганизованных растений, начиная с мхов, а у водорослей и печеночников было найдено другое вещество — лунуларовая кислота, которая играет сходную роль.

Строение абсцизовой кислоты

Подобно гиббереллинам, АБК относится к терпеноидам и имеет сложное строение (рис. 15.25). Это единственное ростовое вещество данного класса.

Рис. 15.25. Строение абсцизовой кислоты

Синтез и распространение абсцизовой кислоты

АБК образуется в листьях, стеблях, плодах и семенах. Тот факт, что ее могут синтезировать изолированные хлоропласты, еще раз указывает на возможную связь АБК с каротиноидными пигментами, которые тоже образуются в хлоропластах. Как и все остальные ростовые вещества, АБК транспортируется по проводящей системе, в основном по флоэме. Кроме того, она может распространяться из корневого чехлика путем диффузии (см. раздел о геотропизме).

Эффекты, вызываемые АБК

В табл. 15.4 указано, как влияет АБК на рост и развитие растений. Это важный ингибитор роста, и он действует как антагонист веществ всех остальных трех классов, способствующих росту. Можно упомянуть такие классические эффекты АБК, как ее влияние на покой семян, зимний покой почек (включая и доминирование верхушки) и опадение листьев (см. разд. 15.3.4). Кроме того, АБК каким-то образом участвует в увядании, цветении, старении листьев и, возможно, геотропизме. Она связана и со стрессовыми воздействиями, в особенности с потерей воды при засухе. Так, например, концентрация АБК в завядших листьях томата в 50 раз выше, чем в нормальных листьях, и полагают, что АБК участвует в закрывании устьиц. Высокие концентрации АБК полностью останавливают рост растения.

Механизм действия АБК неизвестен.

Практическое применение абсцизовой кислоты

АБК используют для опрыскивания плодовых деревьев в конце сезона, чтобы вызвать одновременное опадение плодов. Это позволяет намного сократить время сбора урожая.

Открытие еще одного ростового вещества — этилена

Еще в начале 30-х годов стало известно, что газ этилен ускоряет созревание плодов цитрусовых и оказывает различное влияние на рост растений. Позднее было установлено, что некоторые спелые плоды, например бананы, выделяют газ, обладающий сходным действием. В 1934 г. выяснилось, что желтеющие яблоки испускают этилен, а еще позже было показано, что этот газ выделяют самые разные спелые плоды и другие органы растений, особенно поврежденные. Следовые количества этилена выделяют практически все органы.

Строение этилена показано на рис. 15.26.

Рис. 15.26. Строение этилена

Синтез и распространение этилена

Как мы уже говорили, очень многие, если не все, органы растений образуют этилен. Хотя этилен — газ, он обычно плохо распространяется по системе внутренних воздушных пространств, так как значительная часть его прямо выходит наружу через поверхность растения. Однако было показано, что водорастворимый предшественник этилена переходит по ксилеме из затопленных корней в стебли.

Действие этилена

Из эффектов, вызываемых этиленом, известны главным образом его влияние на созревание плодов и связанное с ним ускорение дыхания, наблюдаемое у некоторых растений (разд. 15.3.5). Подобно АБК, этилен действует как ингибитор роста, и в некоторых случаях он способствует опадению плодов и листьев. Эффекты этилена перечислены в табл. 15.4.

Практическое применение этилена

Этилен вызывает зацветание ананасов и стимулирует созревание томатов и цитрусовых. Чтобы замедлить созревание плодов, их очень часто хранят в бескислородных условиях, а созревание контролируют, вводя этилен с кислородом. Промышленность выпускает препарат "этефон", который во время обработки им растений распадается с выделением этилена; это соединение применяют для стимуляции вытекания латекса у каучуконосов.